Anesthésie et analgésie des oiseaux et des reptiles  
Monitorage
Généralités
Profondeur de l’anesthésie
Si la profondeur de l’anesthésie est suffisante, il y a absence de mouvements volontaires, une myorelaxation complète, et pas de réponse aux stimulations douloureuses (SLADKY and MANS, 2012). 
 
Les réflexes utilisables pour tous les reptiles sont le réflexe de retrait de la queue suite à un stimulus douloureux, ou encore le tonus cloacal, qui doivent être absents au stade d’anesthésie chirurgicale.
Le réflexe de rétraction de la langue doit être absent (FERREIRA, 2006; VARGA et al., 2012). 

La myorelaxation doit être suffisante pour réaliser la procédure, on l’évalue avec le tonus de la mâchoire qui doit être diminué à absent (SLADKY and MANS, 2012). 

 

 

Stade 1

Sédation

Stade 2

Sédation profonde

Stade 3

Anesthésie chirurgicale

Stade 4

Anesthésie

toxique

Réflexe de retrait suite à un stimulus douloureux

+

+/-

-

-

Rétraction de la langue

+

-

-

-

Tonus de la machoire

+

+/-

+/-

+/-

Tonus cloacal

+

+/-

-

-

Tableau permettant d’évaluer la profondeur anesthésique en fonction des réflexes présents (FERREIRA, 2006; VARGA et al., 2012)

 

Système cardiovasculaire
La fréquence cardiaque peut être modifiée par la température de l’air extérieur mais aussi par des stimulations douloureuses.  
 
Le choc précordial est visible en région thoracique chez les lézards et les serpents, mais bien sûr pas chez les chéloniens (MULOT, 2000). 
L’auscultation peut être difficile à cause des bruits parasites dus aux frottements des écailles ou à la présence de la carapace sur la capsule du stéthoscope.  
Pour remédier à cela, on peut placer une compresse humide entre les deux. L’utilisation d’un stéthoscope œsophagien est possible, ce qui évite les bruits parasites (MADER and DIVERS, 2014; SAUVAGET et al., 2008). 
 
L’utilisation d’un système Doppler à ultrason, appareil qui est presque indispensable à la surveillance de l’anesthésie chez les reptiles, permet une surveillance sonore de la fréquence cardiaque. Il existe des capteurs plats ou en forme de stylo (FERREIRA, 2006).  
 
Si on ne dispose pas de cet appareil, on peut utiliser un appareil d’électrocardiographie, qui permet une surveillance de l’activité électrique du cœur.
Cela permet de suivre la fonction et la fréquence cardiaque, surtout chez les reptiles qu’on suspecte de maladie cardiaque ou quand une arythmie a été détectée.
Les résultats peuvent être difficilement interprétables à cause du manque de données chez les reptiles et de la faible amplitude du signal (MADER, 2006). 
Les pinces peuvent être fixées directement sur la peau chez les grands reptiles ou sur des patchs adhésifs, cependant le tégument des reptiles est un mauvais conducteur. On pourra donc utiliser des aiguilles, des agrafes ou des sutures en acier aux emplacements nécessaires pour améliorer le signal (MULOT, 2000). 
Chez les reptiles de plus grand gabarit, on peut utiliser une sonde à ECG œsophagienne (MADER and DIVERS, 2014). 
 
La mesure de la pression artérielle peut être effectuée à l’aide d’un brassard placé autour de la queue ou d’un membre, cependant ces mesures sont peu fiables chez les reptiles du fait de la grande variabilité de la pression artérielle.  
C’est pourquoi on effectuera plutôt un suivi de pression artérielle chez un reptile, au lieu d’utiliser une seule valeur isolée.  
Une méthode directe est plus fiable mais difficilement réalisable en clinique chez les reptiles, étant donné l’inaccessibilité des artères (SLADKY and MANS, 2012). 
Plus le reptile est de grande taille et plus la pression artérielle est forte (MOSLEY, 2005). 
Système respiratoire
La plupart du temps, l’anesthésie des reptiles nécessite un contrôle de la ventilation, ce qui limite l’utilité d’un tel suivi. 
 
Le suivi de capnographie chez les reptiles est peu utilisable, car les valeurs ne sont pas très fiables à cause du shunt cardiaque (SLADKY and MANS, 2012).
Cependant, les variations de ce paramètre peuvent être utiles et permettre d’anticiper d’éventuelles complications même si ce n’est pas l’appareil de choix chez les reptiles (SAUVAGET et al., 2008). 
 
L’oxymétrie de pouls est utilisable mais controversée chez les reptiles (WEST et al., 2007).
En effet, elle peut ne pas être fiable chez les reptiles car elle est basée sur la présence d’uniquement deux sortes d’hémoglobines : l’oxyhémoglobine et l’hémoglobine, or les reptiles possèdent de la méthémoglobine en quantité parfois importante (SAUVAGET et al., 2008).  
Même s’il existe peu de données chez les reptiles, l’évolution de la saturation en oxygène est tout de même intéressante en anesthésie.
On préfèrera utiliser des capteurs à réflexion, plutôt que des capteurs à transmission dont les résultats sont faussés par la pigmentation, qui sont utilisables en position œsophagienne ou cloacale (FERREIRA, 2006; MADER and DIVERS, 2014). 
 
L’analyse des gaz sanguins permet une évaluation de l’oxygénation, du statut acido-basique, et de la ventilation.
Les valeurs sont très variables chez les reptiles, en fonction de l’espèce, la température, le site de prélèvement, et elles sont faussées par la présence du shunt cardiaque.
Le site de prélèvement idéal est l’artère carotide, c’est donc une méthode très peu utilisable en pratique.
Ces mesures ne sont utiles que si elles sont effectuées à plusieurs reprises pour avoir un suivi, car les valeurs absolues ne sont pas connues et extrêmement variables (SAUVAGET et al., 2008). 
De plus, les reptiles sont beaucoup plus tolérants à l’acidose et aux variations de pH que les mammifères (MOSLEY, 2005). 
Température
La température peut être suivie grâce à une sonde œsophagienne ou cloacale traditionnelle, elle doit quand même avoir un intervalle de mesure assez large (WEST et al., 2007). 

Une hypothermie prolonge de manière importante le réveil, induit une immunodépression ainsi qu’un retard de cicatrisation, c’est pourquoi il est important de maintenir la température corporelle optimale pour l’espèce considérée (MITCHELL and TULLY, 2009). 

Les mesures de maintien de la température et de réchauffement sont décrits dans la sous-partie Soins et complications peropératoires. 
BIBLIOGRAPHIE
FERREIRA, X., (2006). L’anesthésie des reptiles. Nouv. Prat. vét. canine féline, Volume 26, 75‑78.  

MADER, D. R., (2006). Reptile medicine and surgery. 2nd edition. St Louis : Saunders Elsevier, 1242p.  

MADER, D. R., DIVERS, S.J., (2014). Current therapy in reptile medicine and surgery. Edinburgh : Saunders Elsevier, 461p.  

MITCHELL, M. A., TULLY, T.N., (2009). Manual of exotic pet practice. St Louis : Saunders Elsevier, 546p.  

MOSLEY, C., (2005). Anesthesia and Analgesia in Reptiles. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine, Volume 14, N°4, 243‑262.  

MULOT, B., (2000). Anesthésie et analgésie des reptiles. In : Encyclopédie Vétérinaire - Anesthésie-Réanimation. Paris : Elsevier, 600.  

SAUVAGET, S., HOLOPHERNE, D., RISI, E., (2008). Méthode de surveillance de l’anesthésie chez les reptiles. Point vétérinaire, Volume 39, 16‑17.  

SLADKY, K.K., MANS, C., (2012). Clinical Anesthesia in Reptiles. Journal of Exotic Pet Medicine, Volume 21, N°1, 17‑31.  

VARGA, M., LUMBIS, R., GOTT, L., (2012). BSAVA Manual of exotic pet and wildlife nursing. Gloucester : BSAVA, 304p.  

WEST, G., HEARD, D., CAULKETT, N., (2007). Zoo animal and wildlife. Immobilization and anesthesia. Oxford : Blackwell Publishing, 718p. 
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