Anesthésie et analgésie des oiseaux et des reptiles  
Gestes techniques
Serpents
Intubation
Chez les serpents, la glotte est située près de l’entrée de la cavité buccale et le larynx est mobile, ce qui rend l’intubation aisée (MITCHELL and TULLY, 2009).
Photographies d’intubation trachéale  
chez un Boa constricteur (à gauche) et un Serpent des blés (à droite) ©Julien GOIN 

Prélèvements sanguins
Chez les serpents, les veines utilisables sont la veine coccygienne ventrale, la veine jugulaire et la veine palatine dorsale, on peut également utiliser la cardiocentèse
 
Veine coccygienne ventrale 

Cette veine est accessible caudalement au cloaque, entre 25 et 50% de la longueur de la queue (FIRMIN, 2001).  
On place l’aiguille au niveau de la ligne ventrale médiane, à un angle de 45 à 60 degrés, avec une direction cranio dorsale, en imprimant une légère pression négative dans la seringue, et si l’aiguille rencontre une vertèbre, il faut la ressortir légèrement et la réorienter crânialement ou caudalement (MADER, 2006; MEREDITH and JOHNSON-DELANEY, 2010). 

Photographie d’une prise de sang réalisée dans la veine coccygienne ventrale 
©Veronique MENTRE 

Veine jugulaire 

Celle-ci n’est pas visible chez les serpents, elle sera plutôt utilisée lors de cathétérisme intraveineux, se référer à cette partie pour les repères anatomiques. 
 
Veine palatine dorsale 

La veine palatine dorsale dans la cavité buccale est visible pour les espèces de grande taille, elle est cependant difficile d’accès et peut être à l’origine de nombreuses complications, comme des abcès (MADER, 2006).
Elle n’est réalisée dans cette veine que si la cavité orale est saine et ne présente pas de signes de stomatite (BALLARD and CHEEK, 2010). 
 
Cardiocentèse 

La cardiocentèse est utilisable chez tous les serpents, de celui pesant 10g à celui de 150kg (SLADKY and MANS, 2012). 
Pour cela, on sédate le serpent de préférence et on le place en décubitus dorsal
Le cœur est situé à 22 à 33% de la distance nez-cloaque.
On le repère par palpation, visualisation du choc précordial ou à l’aide d’un système Doppler
Ensuite on l’immobilise entre l’index et le pouce, on place l’aiguille à un angle de 45° en direction cranio-dorsale vers l’apex du ventricule.  
Si du liquide péricardique est ponctionné, on recommence la cardiocentèse.  
Une compression de 30 à 60 secondes est ensuite nécessaire.  
Si une sédation n’est pas réalisable, il faut être capable d’assurer l’immobilité du serpent sous peine de provoquer des lésions importantes au myocarde et l’apparition d’un hématome important, dans ce cas elle ne doit être utilisée que s’il n’y a pas d’autre choix (MADER, 2006; MITCHELL and TULLY, 2009). 
Mise en place d’un cathéter intraveineux
Les principaux sites de cathéterisation sont la veine jugulaire droite et parfois le cœur.
Cependant, la cathéterisation cardiaque est très peu réalisée à cause du risque important de complications (MAYER and DONNELLY, 2013). 
 
La veine
jugulaire est située à la jonction entre les écailles ventrales et latérales, et le site de ponction se situe 4 à 10 écailles ventrales crânialement au cœur (SAUVAGET et al., 2013). 
Le serpent est placé en décubitus dorsal.
Une sédation préalable ou une anesthésie locale est conseillée. 
Ensuite, après avoir préparé la zone de manière aseptique, on fait une incision de 2 à 3 écailles de long entre les écailles ventrales et les écailles latérales, suivie d’une dissection mousse pour visualiser la veine jugulaire.
Le cathéter est ensuite mis en place et fixé (MADER, 2006).
 
Voies d’administration des traitements
Voie intramusculaire 

Chez les serpents, l’injection est réalisée dans les muscles para vertébraux, entre la ligne dorsale et la paroi latérale, à 33-50% de la distance entre le nez et le cloaque (BALLARD and CHEEK, 2010; FERREIRA, 2006). 
L’aiguille est inclinée à 45° crânialement lors de l’injection chez les ophidiens (SAUVAGET et al., 2013). 
 
Voie sous-cutanée 

Chez les serpents, elle se fait au niveau de la paroi latérale de la cavité cœlomique (RISI, 2004). 
 
Voie intra-cœlomique 

Chez les ophidiens, elle est réalisée en zone paramédiane, entre 33 et 66% de la distance nez cloaque, afin d’éviter l’extension caudale du poumon (SAUVAGET et al., 2013). 
BIBLIOGRAPHIE
BALLARD, B., CHEEK, R., (2010). Exotic animal medicine for the veterinary technician. 2nd edition. Wiley-Blackwell, 484p. 

FERREIRA, X., (2006). L’anesthésie des reptiles. Nouv. Prat. vét. canine féline, Volume 26, 75‑78.  

FIRMIN, Y., (2001). Chirurgie des reptiles. L’anesthésie des reptiles : des particularités d’espèces. Point vétérinaire, Volume 32, N°221, 40‑43.  

MADER, D. R., (2006). Reptile medicine and surgery. 2nd edition. St Louis : Saunders Elsevier, 1242p. 

MAYER, J., DONNELLY, T.M., (2013). Clinical veterinary advisor. Birds and exotic pets. Edinburgh : Elsevier, 752p. 

MEREDITH, A., JOHNSON-DELANEY, C., (2010). BSAVA Manual of exotic pets. 5th edition. Quedgeley : BSAVA, 414p. 

MITCHELL, M. A., TULLY, T.N., (2009). Manual of exotic pet practice. St Louis : Saunders Elsevier, 546p. 

RISI, E., (2004). N. A. C. l’hospitalisation des reptiles. Nouv. Prat. vét. canine féline, Volume 19, 72‑74.  

SAUVAGET, S., DEVAUX, L., RISI, E., (2013). Les injections chez les reptiles. Pratique Vétérinaire, Volume 107, 38‑41.  

SLADKY, K.K., MANS, C., (2012). Clinical Anesthesia in Reptiles. Journal of Exotic Pet Medicine, Volume 21, N°1, 17‑31. 
Le site "Anesthésie et Analgésie des oiseaux et des reptiles" a été réalisé dans le cadre d'une thèse vétérinaire soutenue par C.Noirot.  
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